Ovariohysterovaginektomie u ramlice – kazuistika

Úvod

Ovariohysterovaginektomii u ramlic lze pokládat za prevenci nádorových onemocnění dělohy, jež se vyskytují především u starších zvířat (u některých plemen je postiženo až 80 % ramlic; Meredith a Flecknell, 2006). Nádorové změny se často manifestují krvavým poševním výtokem, ztrátou hmotnosti a/nebo ileem. Kastrace může snížit také projevy agrese, teritoriálního chování, vyškubávání srsti a značkování. Ramlice se kastrují nejčastěji ve věku 4–6 měsíců, tedy po dosažení pohlavní dospělosti (Johnston, 2005). Dřívější kastrace může být náročnější, a to kvůli rozměrově velmi malým vaječníkům i děloze. Naopak u starších zvířat je vhodné nejprve provést ultrasonografické vyšetření s cílem vyloučit případné nádorové změny a jejich metastázy.

Z anatomického hlediska jsou ovaria lokalizována v těsné blízkosti kaudálního pólu ledvin. Kraniálně jsou zavěšena na lig. suspensorium, kaudálně vybíhá lig. ovarii proprium a prostřednictvím mezovaria jsou připojena k lig. latum uteri. Krevní zásobení probíhá pomocí a. et v. ovarica, jež se dělí na ramus ovaricus a ramus uterinae. U králíka je děloha typu uterus duplex. Pochva králíka je zakončena dvěma děložními krčky, které dále pokračují dvěma samostatnými dělohami o délce 7–10 cm (Hauptamn et al., 2013). Především u starších zvířat bývají v oblasti vaječníků a přívodných cév dělohy depozita tuku znesnadňující jejich vizualizaci.

Králíci jsou kořist stojící na začátku potravního řetězce, a jsou tak velmi náchylní ke stresu, který může být vyvolán například změnou prostředí, transportem, hlukem či klimatickou změnou (Yorston, 2013). Stres, bolest, nedostatečný příjem krmiva bohatého na vlákninu a jiné faktory mohou tyto pacienty vážně ohrozit na životě. Anatomické a fyziologické zvláštnosti králíků proto vyžadují naši zvýšenou pozornost.

Cílem následující kazuistiky bylo popsat ovariohysterovaginektomii u ramlice a poukázat na možná rizika spojena s tímto operačním zákrokem. 

Popis případu

Příprava na výkon

Předoperačně bylo provedeno klinické vyšetření s cílem zhodnotit výživový stav, hydrataci a vyloučit jakékoliv choroby včetně onemocnění dentice. Dvě hodiny před zákrokem byla pacientce podávána pouze voda.

Průběh výkonu

Anestezie zahrnovala premedikaci butorfanolem (0,3 mg/kg ž. hm. i. m., Morphasol) a medetomidin hydrochloridem (0,1 mg/kg ž. hm. i. m., Cepetor) a vedení ketaminem (3 mg/kg ž. hm. i. m., Narkamon).

Ramlice byla umístěna do dorzální polohy na tepelné podložce a bylo opatrně připraveno operační pole, tak aby nedošlo k narušení jemné kůže, tedy s cílem zamezit vzniku pozdější bolesti a automutilaci. Do očí byl aplikován gel Lacrimed. Operační pole bylo vydezinfikováno chlorhexidinem.

Kaudálně za pupkem v linea alba byla provedena krátká incize (2–3 cm), přibližně uprostřed mezi pupkem a symphisis pubis, přičemž tlak na čepel skalpelu byl minimální, a to z důvodu velmi tenké kůže u králíků. Opatrný byl i vstup do dutiny břišní, v této oblasti je nutné počítat s přítomností dalších orgánů – především byl brán zřetel na přítomnost céka kraniálně v incizi. Kaudálně se nacházel močový měchýř, ventrálně děloha, která byla šetrně vybavena do operační rány.

Vybavení vaječníků probíhalo bez povolení lig. suspensorium ovarii. Vaječníky a a. et v. ovarica byly podvázány (viz obr. 1) dvojitě pomocí vstřebatelného šicího materiálu (Surgicryl Monofilament Polydioxanone 2-0). Postupně byly ligovány také cévy v mezometriu, jež bylo následně odděleno.

Poté byla děloha přemístěna kaudálně tak, aby byla dobře viditelná vagina. Přibližně v kraniální třetině vaginy byly přiloženy traumatické svorky a následně byla třikrát podvázána vstřebatelným šicím materiálem (Surgicryl Monofilament Polydioxanone 2-0). Děložní cévy byly ligovány zvlášť, opět stejným vstřebatelným šicím materiálem. Po kontrole všech podvazů na možné krvácení byla dutina břišní uzavřena standardně pomocí vstřebatelného materiálu (viz obr. 2).

Obr. 1: Podvaz vaječníku

Obr. 2: Odstraněná děloha s vaječníky

Pooperační péče

Pooperační péče zahrnovala aplikaci analgetika meloxikamu (0,3 mg/kg ž. hm. s. c., Meloxidyl), prokinetika metoklopramidu (0,5 mg/kg i. m., Cerucal), H₂-blokátoru ranitidinu (5 mg/kg i. m., Ranital), antibiotika enrofloxacinu (10 mg/kg i. m., Baytril) a přípravku obsahujícího probiotika, prebiotika, vitaminy a elektrolyty (Bio-Lapis for Rabbits, Protexin). Ramlici byla ponechána tepelná podložka a byla předložena voda a čerstvé zelené krmivo ihned po probuzení. Ještě ten den byla propuštěna do domácího ošetření. Operace i rekonvalescence probíhaly bez komplikací. 

Diskuse

Každá operace u králíků s sebou nese řadu rizik. Předoperačně by tak mělo být provedeno důkladné klinické vyšetření, aby se vyloučilo jakékoliv onemocnění, podvýživa či dehydratace. V ideálním případě je vhodné provést i hematologické a biochemické vyšetření krve, odhalující např. anémii a jiná onemocnění, která musejí být vyřešena před vlastním zákrokem. V našem případě tato vyšetření dle přání majitele provedena nebyla.

Předoperační hladovka, běžná u psů a koček, by u králíků nikdy neměla přesáhnout 2 hodiny. Králíci nemohou zvracet (dobře vyvinutý svěrač kardie, ostrý kardiální úhel) a odnětí krmiva na delší dobu vede především k hypoglykémii a nechtěnému snížení motility střev. Cílem hladovky je dle některých veterinárních lékařů spíše redukce objemu zažitiny v žaludku a střevech a tím nižší tlak na hrudník.

U ramlic lze volit mezi ovariohysterektomií a ovariohysterovaginektomií, přičemž druhá zmiňovaná metoda je preferovaná. V případě ponechání části dělohy či děložních krčků hrozí riziko pozdějších nádorových změn (Johnston, 2005); z tohoto důvodu volíme i my metodu ovariohysterovaginektomie.

Při vlastním zákroku bychom měli brát zřetel na přítomnost céka a močového měchýře v těsné blízkosti operační rány. Stěnu břišní je před vlastním vstupem nutné nadzvednout, abychom se vyhnuli jejich nechtěné perforaci. Zároveň jsou králíci velmi náchylní na vznik pooperačních adhezí, pro snížení rizika jejich vzniku by proto měla být manipulace s GIT minimální. Nelze doporučit ani použití kastračních háčků, které by opět mohly vést k nechtěnému zachycení jemné stěny kolonu či céka a vést tak k adhezím nebo septické peritonitidě (Johnston, 2005). Pro snížení rizika adhezí je v odborné literatuře doporučován blokátor vápníkových kanálů verapamil, 200 μg/kg, s. c. v 9 dávkách (Steinleitner et al., 1990), popř. kombinace verapamilu a rekombinantního tkáňového aktivátoru plazminogenu (Dunn et al., 1991). Nižší procento adhezí u králíků po operaci bylo zaznamenáno také při použití ibuprofenu (Nishimura et al., 1984). Pozornost je nutné věnovat i výběru chirurgických rukavic, z pudrovaných může nechtěně vypadnout do dutiny břišní talek, který rovněž může způsobit vznik adhezí. Doporučit lze použití vlhčených gázových tampónů (Murray, 2006).

Opatrnost by měla být zvýšená i při podvazu vaginy. Obecně lze uvést, že reprodukční aparát ramlic je ve srovnání se psy a kočkami velmi křehký a manipulace s ním, především tahem, by měla být opatrná. Uretra o délce 1,5–2 cm vyúsťuje na dně vaginálního vestibula a dále močové cesty pokračují jako společný vývod i pro pohlavní cesty – sinus urogenitalis (Jekl a Hauptman, 2013). Nedostatečný podvaz tak může později vést k úniku moči do dutiny břišní. K nežádoucí kontaminaci dutiny břišní močí však může dojít již během operace, a to v případě, že se při polohování ramlice do dorzální polohy moč dostane do proximální části vaginy (Murray, 2006). Dalším rizikem je nechtěný podvaz uretry či cév zajišťujících prokrvení močového měchýře (kaudální větev a. uterina; Murray, 2006). Vstřebatelný šicí materiál chromic catgut by neměl být používán, a to z důvodu silných zánětlivých reakcí na tento materiál (Johnston, 2005). Kůži pro snížení rizika automutilace lze uzavřít intradermálním stehem či tkáňovým lepidlem.

Velmi důležitá je pooperační péče spočívající především v obnově fyziologické funkce trávicího ústrojí. Bolest, stres i určitá analgetika a anestetika redukují motilitu střev, a čím déle stáze trvá, tím hůře je řešitelná. Jakýkoliv králík nežeroucí více než 12 hodin by měl být pokládán za kritického pacienta. Pooperační analgezie by tak měla být ponechána několik dní po zákroku. Mezi časté projevy bolesti patří deprese, imobilita, schoulený, nahrbený postoj, salivace a anorexie (Lietavcová, 2013). Většinou se volí nesteroidní antiflogistika (např. meloxikam 0,3–0,8 mg/kg). Dále je terapie doplněna o podání prokinetik (metoklopramid 0,5–1 mg/kg) a H₂-blokátorů (ranitidin 5 mg/kg; Hauptman et al., 2013). Výhřevná podložka je ponechávána i pooperačně, králíci jsou náchylní k hypotermii, která může taktéž redukovat motilitu střev.

Co nejdříve po operaci je předkládána čerstvá voda a strava, seno by mělo být rovněž přítomno (80 % tráva/seno – podpora motility střev, 15 % zelenina – podpora hydratace). Je možné v malém množství předkládat také bylinky, jako jsou levandule a fenykl, pro podporu uvolnění střevních plynů, brutnák lékařský na snížení stresu nebo heřmánek na podporu trávení a redukci toxinů. Možný je i kousek papáji či ananasu, obsahující enzymy podporující mimo jiné rozklad trichobezoárů. Naopak zelenina podporující tvorbu plynu (brokolice, kapusta, čínské zelí) by měla být z jídelníčku vyloučena. Strava by měla být atraktivní, ale zároveň co nejvíce podobná navyklé stravě daného jedince. V případě potřeby lze uplatnit asistované krmení stříkačkou a použít např. krmivo Oxbow Critical Care, které obsahuje všechny potřebné nutriety i dostatek vlákniny k podpoře optimálního zažívání. Orientační aplikované množství je přibližně 10–20 ml na jednu porci, celkem na den 100–200 ml dle velikosti králíka (Lietavcová, 2013). Dehydrataci lze řešit podkožní aplikací fyziologického roztoku s Duphalytem v poměru 1 : 6 (15 ml/kg rozděleno na více míst).

V neposlední řadě by měly být odstraněny veškeré stresující faktory a pacient by měl být umístěn do klidného, čistého a teplého prostředí.

Závěr

Králíci dokážou velmi dobře skrývat svá onemocnění, a když už se projeví, bývá prognóza často infaustní. Před chirurgickým výkonem, během něj i pooperačně by tak tomuto druhu měla být věnována zvýšená pozornost. 

MVDr. Kateřina Karásková, Ph.D.

Zdroje:
1. Dunn R. C., Steinleitner A. J., Lambert H. Synergistic effect of intraperitoneally administered calcium channel blockade and recombinant tissue plasminogen activator to prevent adhesion formation in an animal model. Am J Obstet Gynecol1991; 164 (5 Pt. 1): 1327–1330.
2. Hauptman K., Kohútová S., Jekl V. Protokoly bezpečné kastrace u drobných savců. In: Sborník k odborným seminářům na témata Drobní savci, ptáci a plazi: Záludnosti diagnostiky a terapie a Nejčastější zdravotní problémy malých a drobných zvířat. Česká asociace veterinárních lékařů malých zvířat 2013, s. 42–47.
3. Jekl V., Hauptman K. Akutní stavy uropoetického systému drobných savců. In: Sborník k odborným seminářům na témata Drobní savci, ptáci a plazi: Záludnosti diagnostiky a terapie a Nejčastější zdravotní problémy malých a drobných zvířat. Česká asociace veterinárních lékařů malých zvířat 2013, s. 34–41.
4. Johnston M. S. Rabbit ovariohysterectomy. Clinician‘s Brief 2005. Dostupné na: www.cliniciansbrief.com/columns/53/rabbit-ovariohysterectomy
5. Lietavcová M. Anestezie a pooperační péče drobných savců. In: Sborník k odborným seminářům na témata Drobní savci, ptáci a plazi: Záludnosti diagnostiky a terapie a Nejčastější zdravotní problémy malých a drobných zvířat. Česká asociace veterinárních lékařů malých zvířat 2013, s. 42–47.
6. Meredith A., Flecknell P. BSAVA Manual of Rabbit Medicine and Surgery, 2^nd edition. BSAVA, 2006.
7. Murray M. J. Spay and neuters in small mammals. In: Proceedings of the North American Veterinary Conference. NAVC, Orlando, Florida, 2006; 20: 1757–1759.
8. Nishimura K., Shimanuki T., diZerega G. S. Ibuprofen in the prevention of experimentally induced postoperative adhesions. Am J Med 1984; 77 (1A): 102–106.
9. Steinleitner A., Lambert H., Kazensky C. et al. Reduction of primary postoperative adhesion formation under calcium channel blockade in the rabbit. J Surg Res 1990; 48 (1): 42–45.
10. Yorston M. Gastrointestinal stasis in rabbits. The New Zealand Veterinary Nurse 2013; 19 (67): 27–29.